KHẢ NĂNG SINH TỔNG HỢP XYLANASE TRONG ĐIỀU KIỆN pH THẤP CỦA CHỦNG NẤM CHỊU ACID Talaromyces sp. ASM-115
DOI:
https://doi.org/10.59266/houjs.2026.1315Từ khóa:
nấm sợi chịu acid, hemicellulose, Talaromyces, xylan, xylanaseTóm tắt
Xylanase là enzyme có tiềm năng ứng dụng lớn trong công nghiệp giấy, thực phẩm, thức ăn chăn nuôi và sản xuất nhiên liệu sinh học. Nghiên cứu này nhằm đánh giá khả năng sinh tổng hợp xylanase của chủng nấm chịu acid Talaromyces sp. ASM-115 trong điều kiện pH thấp. Chủng được nuôi cấy trên các nguồn cơ chất khác nhau gồm glucose, xylose, xylan, avicel, cám mì và cám gạo ở pH 2,5 và pH 5. Hoạt tính enzyme thô được xác định bằng phương pháp DNS cho thấy môi trường chứa xylan ở pH 2,5 cho hoạt tính xylanase cao nhất, đạt khoảng 2,02 U/mL sau 7 ngày nuôi cấy. Các mẫu nuôi trên cám mì và cám gạo ở pH thấp cũng ghi nhận hoạt tính enzyme tương đối cao. Phân tích SDS-PAGE và zymogram cho thấy chỉ một số băng protein thể hiện hoạt tính xylanase thủy phân xylan mặc dù có nhiều protein ngoại bào được tiết ra. Enzyme sau quá trình cô đặc và trao đổi đệm duy trì 73% hoạt tính sau xử lý ở 70°C trong 60 phút. Quá trình làm sạch bằng sắc ký lọc gel thu được 20 phân đoạn, trong đó phân đoạn F4 thể hiện tính bền nhiệt cao nhất (54%). Trong phạm vi hai mức pH khảo sát, xylanase thu nhận khi nuôi cấy ở pH 2,5 thể hiện độ bền nhiệt cao hơn so với pH 5, cho thấy nuôi cấy ở pH thấp là điều kiện tiềm năng để thu nhận xylanase bền nhiệt từ Talaromyces sp. ASM-115.
Tài liệu tham khảo
Bajpai, P. (2014). Chapter 2 - Xylan: Occurrence and Structure. In Xylanolytic Enzymes (pp. 9-18). Academic Press. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-801020-4.00002-0
Barbieri, G. S., Bento, H. B. S., de Oliveira, F., Picheli, F. P., Dias, L. M., Masarin, F., & Santos-Ebinuma, V. C. (2022). Xylanase Production by Talaromyces amestolkiae Valuing Agroindustrial Byproducts. BioTech (Basel), 11(2). https://doi.org/10.3390/biotech11020015
Bradford, M. M. (1976). A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry, 72(1), 248-254. https://doi.org/10.1016/0003-2697(76)90527-3
Cano-Ramírez, C., Santiago-Hernández, A., Rivera-Orduña, F. N., Pineda- Mendoza, R. M., Zúñiga, G., & Hidalgo-Lara, M. E. (2017). One-step zymogram method for the simultaneous detection of cellulase/xylanase activity and molecular weight estimation of the enzyme. Electrophoresis, 38(3- 4), 447-451. https://doi.org/10.1002/elps.201600347
Ebringerová, A., & Heinze, T. (2000). Xylan and xylan derivatives - biopolymers with valuable properties, 1. Naturally occurring xylans structures, isolation procedures and properties. Macromolecular Rapid Communications, 21(9), 542-556. https://doi.org/10.1002/1521-3927(20000601)
Fonseca-Maldonado, R., Vieira, D. S., Alponti, J. S., Bonneil, E., Thibault, P., & Ward, R. J. (2013). Engineering the Pattern of Protein Glycosylation Modulates the Thermostability of a GH11 Xylanase Journal of Biological Chemistry, 288(35), 25522-25534. https://doi.org/10.1074/jbc.M113.485953
Kumar, V., Dangi, A. K., & Shukla, P. (2018). Engineering Thermostable Microbial Xylanases Toward its Industrial Applications. Molecular Biotechnology, 60(3), 226-235. https:// doi.org/10.1007/s12033-018-0059-6
Li, X., Dilokpimol, A., Kabel, M. A., & de Vries, R. P. (2022). Fungal xylanolytic enzymes: Diversity and applications. Bioresource technology, 344, 126290. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.biortech.2021.126290
Long, C., Liu, J., Gan, L., Zeng, B., & Long, M. (2019). Optimization of Xylanase Production by Trichoderma orientalis Using Corn Cobs and Wheat Bran via Statistical Strategy. Waste and Biomass Valorization, 10(5), 1277-1284. https:// doi.org/10.1007/s12649-017-0149-x
Miller, G. L. (1959). Use of Dinitrosalicylic Acid Reagent for Determination of Reducing Sugar. Analytical chemistry, 31(3), 426-428. https://doi.org/10.1021/ac60147a030
Polizeli, M. L. T. M., Rizzatti, A. C. S., Monti, R., Terenzi, H. F., Jorge, J. A., & Amorim, D. S. (2005). Xylanases from fungi: properties and industrial applications. Applied microbiology and biotechnology, 67(5), 577-591. https:// doi.org/10.1007/s00253-005-1904-7
Rahim, K., Wei, J., & Basit, A. (2020). Xylanase and Its Industrial Applications. In T. Peixoto Basso, T. O. Basso, & L. C. Basso (Eds.), Biotechnological Applications of Biomass. IntechOpen. https://doi. org/10.5772/intechopen.92156
Sakthiselvan, P., Naveena, B., & Partha, N. (2014). Molecular characterization of a Xylanase-producing fungus isolated from fouled soil. Brazilian journal of Microbiology, 45(4), 1293-1302
Sambrook, J., Fritsch, E. F., & Maniatis, T. (1989). Molecular cloning: a laboratory manual.
Scheller, H. V., & Ulvskov, P. (2010). Hemicelluloses. Annual review of plant biology, 61(1), 263-289. https://doi.org/https://doi.org/10.1146/annurev-arplant-042809-112315
Thuy, N. T., Coleman, T., Christopher, M., Chau, N. B., Bach, C. X., Hanh, L. T. M., Nikolaivits, E., Larsbrink, J., Olsson, L., & Thanh, V. N. (2025). Extremely acidophilic filamentous fungi are more prevalent in diverse ecosystems than previously documented. Scientific Reports, 15(1), 30445. https://doi.org/10.1038/s41598-025-06321-1
Zaccarim, B. R., de Oliveira, F., Passarini, M. R. Z., Duarte, A. W. F., Sette, L. D., Jozala, A. F., Teixeira, M. F. S., & de Carvalho Santos-Ebinuma, V. (2019). Sequencing and phylogenetic analyses of talaromyces amestolkiae from amazon: A producer of natural colorants. Biotechnology Progress, 35(1), e2684. https://doi.org/10.1002/btpr.2684
